动物致敏反应为什么用腹腔注射

㈠ 实验问题求教，卵清蛋白

你说的实验我没做过，我想是把卵清蛋白注射到给动物腹腔让给动物产生针对所注射的蛋白的抗体对吧？
氢氧化铝其实是免疫佐剂，目的是增强机体免疫应答，使动物产生的抗体效价更高。
卵清蛋白对于所注射的动物来说属于异己物质，自然会针对其产生免疫反应，而且是体液免疫，即产生抗体并结合之。具体是什么情况因为我没做过这个试验，不能尽述。

㈡ 抗原免疫动物制备血清，常用动物有哪些

以抗原免疫动物获得抗血清是制备抗体的经典方法。为了提高免疫效果，在免疫的时候，常辅以佐剂以改变抗原的物理状态而延长其在体内的滞留时间，使抗原缓慢释放，同时非特异性的促进局部吞噬细胞反应来增强动物的免疫效果。佐剂的类型较多，目前常用的还是福氏佐剂(Freund’sAdjuvant，FA)。它是一种对大多数抗原都有效的佐剂，但由于它的一些副作用限制了它在实验动物上的使用。因此，福氏佐剂只能在确实需要的情况下(如使用的抗原为小分子可溶性抗原或半抗原)和强佐剂活性时使用。FA是用矿物油(石蜡油)、乳化剂(羊毛脂)和灭活的分枝杆菌(结核分枝杆菌或卡介苗)组成的油包水乳化佐剂。这三种成分俱全的佐剂称为福氏完全佐剂(Freund’sComD】eleAdjuvant，FCA)，不含分枝杆菌的佐剂为福氏不完全佐剂(Freund’sInconrpleteAdjuvant，FIA)。石蜡油因不能代谢而存留在注射的部位，这就阻碍了抗原降解或快速反应，起到抗原储存作用，使抗原缓慢持续的释放，不断刺激机体的免疫系统而产生免疫反应。乳化剂对于水溶性抗原与油稳定地乳化是必要的。分枝杆菌具有很强的免疫刺激作用，可以非特异性的激活免疫系统。FCA用于基础注射，而FIA用于辅助注射以避免分枝杆菌蛋白引起的过敏反应。FA皮下注射或肌内注射可导致多种副作用，例如肉芽肿和无菌性脓肿的形成。腹腔注射引起腹膜炎。由于这些严重的副作用，FA不允许用于人或动物的疫苗接种免疫。传统的免疫方案，包括使用福氏佐剂和某些免疫程序，已不再被一些国家的权威机构所接受。据调查，在荷兰有64％的研究人员使用FCA，而且，用于多克隆抗体的生产方案差异很大。因此，在1993年，荷兰发布了利用动物免疫技术制备多克隆抗体的生产指南。主要规定了加强免疫注射的次数、免疫途径、注射量和佐剂的使用，并且支持使用替代佐剂来替换FCA。由于FCA给实验动物带来的严重的副反应，对它的使用提出了特别的限制，规定了(小鼠和大鼠sc：0．1nd；i．d：家兔0．o5rI1l；i．P：小鼠0．2nd)推荐使用量和注射途径。

㈢ 为什么腹腔注射和灌胃给药法的生物利用度不同

为什么腹腔注射和灌胃给药法的生物利用度不同
腹腔注射优点：操作方便，任何动物不论大小都可腹腔注射。腹膜面积大.密布血管和淋巴管,吸收能力特强,每小时可吸收占动物体重3%~8 %的液体.且腹腔补液时间短,速度快 大号针头2分钟即可输入500毫升药液,还不考虑心脏超负荷。 缺点：不是所有药物都可以作腹腔注射。皮下注射优点：1．需迅速达到药效、不能或不宜经口服给药时采用。如胰岛素口服在胃肠道内易被消化酶破坏，失去作用，而皮下注射迅速被吸收。

㈣ 动物学实验的实验动物常见的处理方法

一、编号
实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有
涂染红色：0.5%中性红或品红溶液
涂染黄色：3-5%苦味酸溶液
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～ 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。 一、实验动物的除毛
在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。
(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化钠8g溶于100ml水中。
二、实验动物的给药
在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一)注射给药法
1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。
6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
(二)经口给药法
1. 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
(三)其它途径给药方法
1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

㈤ 动物为什么采用腹腔注射的方式麻醉

腹腔注射吸收不算快。但是相对于很方便。腹腔注射是把针刺入腹膜壁层。注入药液。腹膜壁层有大量毛细血管。药液通过腹膜壁层毛细血管吸收。但是相较于肌肉注射静脉注射吸收还是慢了。静脉注射是先全身吸收。但是对于小动物，还是腹腔注射
肌肉注射
皮下注射更方便一点。静脉穿刺小动物，静脉细小，很不好找。大动物麻醉时保定不方便。找静脉较为麻烦。所以，大动物有的也用腹腔注射。

㈥ 临床预防青霉素过敏反应，注射前为什么是皮内注射，而不是皮下注射

就抗原进入机体产生免疫应答的强弱来说，皮内注射>皮下注射>肌肉注射>腹腔注射>静脉注射，所以皮内注射更敏感，更容易发生过敏反应

㈦ 为什么实验动物给药后1小时处理

察一种药物对实验动物的作用时。 2;2。在一般情况下。 5： 1 小鼠，一般可取 1/，10～19日的给1/。 4，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时;4 份. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，药物的作用常随剂量的加大而增强，动物也没有中毒的表现;15～1/。可以按下述方法确定剂量。 6、皮下。如以狗为例。 以口服量为100时。所以有条件时。如给药途径为静脉、大鼠，一般动物的耐受性要比人大， 45～89 日的给 1/。如出现中毒现象， 或取致死量的 若干分之一作为应用剂量，在适宜的剂量范围内、腹腔注射，如是幼龄动物，所用剂量也不同，3～6 个月的给 1/. 化学药品可参考化学结构相似的已知药物，则应降低剂量再次实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料： 1. 用大动物进行实验时;10～1/，要考虑因给药途径不同，最好同时用几个剂量作实验，20～44 日的给 1/、猫。必须将人的用药量换算成动物的用药量， 特别是化学结构和作用都相似的剂量. 确定动物给药剂量时、人与动物的用药量换算方法 人与动物对同一药物耐受性不同。 一般说确定的给药剂量是指成年动物的. 确定动物给药剂量时： 人用药量： 50～100 兔，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。剂量太小： 5～10 以上系按单位体重口服用药量换算，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死;2 份，肌肉注射量为 20～30，静脉注射量为 25，则更应慎重分析,然后用小于中毒量的剂量。 7、豚鼠： 15～20 狗;16份. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量;5。 3;8 份。 二，作用也明显，剂量应减小，皮下注射量为 30～50,可以加大剂量再次实验，防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的 1/,以后可根据动物的反应调整剂量：6 个月以上的狗给药剂量为 1 份时，单位体重的用药量动物比人要高。一般可按下列比例换算，换算比例应适 当减小些

㈧ 给小鼠腹腔注射冰醋酸使其产生疼痛的机制

苯巴比妥钠具有良好的抗癫痫和抗惊厥作用，故其可以用于惊厥的治疗。而尼可刹米可以提高机体神经中枢的兴奋性，从而造成机体惊厥，故用尼可刹米复制惊厥模型后用苯巴比妥钠进行治疗，从而观察苯巴比妥钠的抗惊厥作用。 方法 分别前后腹腔注射苯巴比妥钠和尼可刹米后，观察惊厥发生的情况从而观察苯巴比妥钠的抗惊厥作用。 结果与分析 用苯巴比妥钠的小鼠惊厥率为0，而没有用的小鼠惊厥率高达100%，死亡率达50%，比较可以发现苯巴比妥钠具有良好的抗惊厥作用。

惊厥是由于中枢神经系统过度兴奋而引起的全身骨骼肌强烈的不随意收缩，出现强直性或者阵挛性抽搐。苯巴比妥钠属于苯巴比妥类药物，具有良好的中枢抑制作用，故具有抗癫痫和抗惊厥作用。本实验观察其抗惊厥作用。尼可刹米是一种呼吸兴奋剂，中毒剂量时可以造成机体惊厥甚至是死亡。由于尼可刹米的作用比较强而且本实验使用的是中毒剂量，故而应先腹腔注射一定量的苯巴比妥钠后，经过一定时间后再腹腔注射一定量的尼可刹米，观察有无惊厥的出现从而确定苯巴比妥钠的抗惊厥作用。

1 实验材料

1）实验动物：小白鼠

2）实验药品：苯巴比妥钠，尼可刹米，生理盐水

3）实验用具：注射器，电子称，小白鼠笼

2 实验步骤

1）每组取四只小鼠，称重，并分别编号为1,2,3,4号。

2）1,2两只小鼠腹腔注射苯巴比妥钠，0.1ml/10g，3,4两只小鼠腹腔注射生理盐水作为对照组，0.1ml/10g。

3）15min后，分别为四只小鼠注射尼可刹米，0.1ml/10g，并记录号时间。

4）观察并记录四只小鼠是否出现惊厥或者死亡。

3 实验结果

经过如上实验可以得到如下结果：表1

表1

对照组/实验组惊对照组惊实验组死对照组死亡组别 实验组/只 只 厥/只 厥/只 亡/只 /只

1 2 2 0 2 0 1 2 2 2 0 2 0 1 3 2 2 0 2 0 1 4 2 2 0 2 0 1 总数 8 8 0 8 0 4 注：实验组为注射苯巴比妥钠的小鼠，对照组为注射生理盐水的小鼠

通过计算百分率可得表2

实验惊厥百分率

0% 表2 对照惊厥百分率 实验死亡率 100% 0% 对照死亡率 50% 4 实验分析

由以上实验结果可以看到，注射苯巴比妥钠的小鼠没有出现惊厥，也没有死亡。而注射生理盐水的小鼠惊厥出现百分率高达100%，

且死亡率达到50%，通过比较两组实验结果，就可以明显的发现，苯巴比妥钠具有良好的抗惊厥作用，它是一种中枢神经系统抑制药，主要通过增强GABA 作用以及减弱谷氨酸作用而实现抗惊厥作用。

二 镇痛实验

摘要 目的 吗啡属于阿片类镇痛药，具有强大的镇痛作用，通过热刺激（热板法）或者化学刺激的方式引起小鼠疼痛，在经过吗啡镇痛后观测其痛阈的改变从而观察吗啡的镇痛作用，从而了解其镇痛效果和机制。 方法 热板法和化学刺激法 结果与分析 吗啡对热刺激或者化学刺激都具有良好的镇痛作用。

吗啡是阿片类镇痛药的代表药，具有良好的镇痛作用，其主要通过激动阿片受体从而产生镇痛作用，是临床常用药，也属于管制药。当给与一定的温度刺激时，小鼠会产生痛觉，小鼠由于脚部的疼痛而发生疼痛反应，从而出现舔后足的现象。出现此现象越快说明疼痛的潜伏期短，也就是痛阈越低。因此，可以通过比较小鼠出现舔足现象的时间来比较痛阈的大小。同理，给与小鼠腹腔化学刺激时，小鼠会出现扭体的现象。

1 实验材料

1) 实验动物：小白鼠

2) 实验药品：吗啡，生理盐水，醋酸

3) 实验器材：注射器，Woolfe 热板，电子称，秒表，鼠笼。 2 实验步骤

2-1 热板法

1）打开热板预热。取小鼠，筛选舔足时间在5s-30s之间 的小鼠，称重，分作两组，每组两只，作标记。

2）选定实验组和对照组，测定每只小鼠的舔足时间，记录。

3）实验组腹腔注射吗啡0.1ml/10g，对照组注射生理盐水0.1ml/10g。

4）给药后分别于15min,30min,45min测小鼠的舔足出现时间，并记录好。

2-2 化学刺激法

1）每组取四只小鼠，随机分作实验组和对照组，称重，做标记。

2）实验组腹腔注射吗啡0.1ml/10g，对照组腹腔注射生理盐水0.1ml/10g。

3）20分钟后，两组小鼠分别腹腔注射醋酸0.1ml/10g，观察小鼠是否出现扭体现象并记录。

3 实验结果

根据以上实验，热板法可得如下表3的结果：

表3

组别

小鼠编

号 第二组 30给药前 15分钟 30分钟 45分钟 给药前 15分钟 分45分钟

钟 第一组

1 2 3 4 1 2 3 4 实验组均值 对照组均值

11 6 14 15

60 42 15

60 57 14

54 41 15 20

13.59 6.5 10.95 6.15

15 22 第三组

给药前 15分钟 30分钟 45分钟 给药前

25 16 18 19

56 60 45 30

60 60 30 20

60 60 28 18

23.41 14.18 57.76 40.58

43.

34.41 24 21.17 15.8 23 11.01

13.

13.44 57 9.18

10.

6.96 62 12.5 第四组

30

15分钟 分45分钟

钟 31.

25.61 22 20.04 31.17 60 56.76

27.

16.96 78 17.98 60 60 60

13.02 44.70 50.54 41.20 13.85 20.90 18.37 17.11

说明：1 表格中单位为秒。 2 由于第四组小鼠未经过筛选，故而舍去。

由此作出时-效曲线为图1所示：

镇痛与抗惊厥实验报告

而化学刺激法所得结果如下表4所示

组别 1 2 3 4 总数 实验组扭体百

分率 对照组扭体百

分率

实验组/只

2 2 2 2 8 0 100%

表4

实验组扭体/

对照组/只

只

2 0 2 0 2 0 2 0 8 0

对照组扭体/

只 2 2 2 2 8

4 分析

1）从表3及图1 可以看出，用药前实验组和对照组的痛阈几乎一样，而用药后，实验组的痛阈明显高于对照组，这说明吗啡能提高机体的痛阈值，从而具有良好的镇痛作用。

2）图1表明，在经过一段时间的代谢后，机体内的吗啡含量降低，从而痛阈值也跟着下降。

3）同样，表4中显示，注射吗啡后，扭体实验为全阴性而对照组为全阳性，同样说明了吗啡具有良好的镇痛作用。

㈨ 小白鼠腹腔注射硫酸镁有什么反应

小白鼠可能会死亡的

硫酸镁的镁离子在腹腔浓度过高则出现中枢抑制。镁离子对周围血管有舒张作用，血镁过高可引起血压下降及呼吸停止以至死亡。

化学性质

稳定性：无水硫酸镁易吸水，七水硫酸镁易脱水

毒性：低毒

毒理学数据：小鼠皮下： LD50645 mg/kg（小鼠皮下）；小鼠腹腔：670-733mg/kg

刺激性：本品可能引起引起胃痛、呕吐、水泻、虚脱、呼吸困难、紫绀等。

(9)动物致敏反应为什么用腹腔注射扩展阅读：

危险性概述

健康危害： 本品粉尘对粘膜有刺激作用，长期接触可引起呼吸道炎症。误服有导泻作用，若有肾功能障碍者可致镁中毒，引起胃痛、呕吐、水泻、虚脱、呼吸困难、紫绀等。

环境危害： 对环境有危害，对水体可造成污染。

燃爆危险： 本品不燃，具刺激性。

其它： 该物质对环境有危害，应特别注意对水体的污染。

急救措施

皮肤接触：脱去污染的衣着，用流动清水冲洗。

眼睛接触：提起眼睑，用流动清水或生理盐水冲洗。就医。

吸入： 迅速脱离现场至空气新鲜处。保持呼吸道通畅。如呼吸困难，给输氧。如呼吸停止，立即进行人工呼吸。就医。

食入：饮足量温水，催吐。就医。

参考资料来源：网络-硫酸镁