动物实验组间差异大应该如何处理

A. 影响动物实验效果的动物实验技术因素有哪些

一、动物选择
选择好适合研究需要的实验动物是获得正确实验结果和实验成功的重要环节。应按照不同实验的要求选择合适的动物。如作肿瘤的研究工作，就必须了解哪种动物是高癌种，哪种是低癌种，各种动物自发性肿瘤的发生率是多少。如A系、C3H系、AKR系、津白Ⅱ等小鼠是高癌品系小鼠，C3H/He系经产雌鼠有80～100%的自发性乳腺癌。AKR系8～9月龄小鼠有80～90%自发性血病。C57BL系、津白Ⅰ等小鼠是低癌品系小鼠。不同动物对同一因素的反应虽然往往是相似的，但也常常会遇到动物出现特殊反应的情况。如5岁以上的雌狗常自发性乳腺肿瘤，如果给雌狗孕激素，就更容易诱发乳腺肿瘤。雌激素还容易引起狗发生贫血，这在其它实验动物是很少见的。怎样选择好实验动物可参看实验动物的选择和应用一讲。

二、实验季节
生物体的许多功能随着季节产生规律性的变动。目前已有大量资料表明，动物对化学物作用的反应也受到季节的影响。例如在春、夏、秋、冬分别给10只大鼠注入一定量的巴比妥纳，发现入睡时间以春季最短。秋季最长，而睡眠时间则相反，春季最长，秋季最短（见表11-19）。

表11-19大鼠对巴比妥纳反应的季节变动

季节 入睡时间（分） 睡眠时间（分）
春 56.1±11.0 470±34.0
夏 93.5±11.3 242±14.3
秋 120.0±19.0 190±18.7
冬 66.5±8.2 360±33.0
不同实验季节，动物的机体反应性有一定改变。如不同季节对辐射效应有影响。家兔的放射敏感性在春夏两季升高，秋冬两季降低。在狗的实验中，在春、夏两季照射后的死亡率比秋、冬为高。小鼠的放射敏感性，在冬季和补夏显着升高，而初夏和夏季则降低。大鼠的放射敏感性则没有明显的季节性波动。因此，这种季节的波动在进行跨季度的慢性实验时必须注意的。

三、昼夜过程
机体的有些功能还有昼夜规律性变动。例如有人给小鼠皮下重复注入40%的四氯化碳溶液0.2ml后，在同一天不同的时间将动物处死，观察肝细胞的有丝分裂动态，以了解肝细胞变性的修复情况。结果列于表11-20。资料表明，小鼠肝细胞有丝裂的昼夜变动十分明显。

表11-20小鼠肝细胞有丝分裂系数（‰）的昼夜变动

分组 昼夜的钟点
0 2 4 6 7 8 9 10
实验组 2.4±1.2 2.6±1.2 1.02±0.17 4.11±0.27 0.26±0.06 1.36±0.25 0.66±0.25 0.57±0.08
对照组 2.8±1.86 2.6±0.16 0.2±0 6.3±1.48 0.46±0.07 0.26±0.07 0.97±0.05 0.66±0.04
动物对照射的敏感性在昼夜间有不同的变化，这种变化见于不同性别、种系和年龄的小鼠和大鼠。白天放射敏感性降低（死亡较少，LD50/30较高，体重下降较少，肝脏损伤较轻）夜间升高。同时，在小鼠和大鼠实验中，除了夜间（21～24点）的高峰外，还发现白天（小鼠9～12点，大鼠15点）损伤加重情况。下午和后半夜射敏感性最低。大鼠与小鼠不同，其放射敏感性虽有昼夜间的明显波动，但不很剧烈。经实验证明实验动物的体温、血糖、基础代谢率、内分泌激素的分泌均发生昼夜节律性变化。因此这类实验的观察必须设有相应的对照，并注意实验中某种处理的时间顺序结果的影响。为了得到可比性的实验结果，所有实验组动物应在同一时间内进行照射或其它实验处理。

四、麻醉浓度
动物实验中往往需要将动物麻醉后才能进行各种手术和实验。要求麻醉浓度要适度，而且在整个实验过程中要保持始终恒定。因此不能不分别实验要求和动物品种（或品系）而用同一种麻醉剂，也不能乱用麻醉剂。因为不同的麻醉剂有不同的药理作用和副作用，应根据实验要求与动物种类而加以选择，使用合适。麻醉浓度的控制是顺利完成实验获得正确实验结果的保证。如果麻醉过深，动物处于浓度抑制，甚至濒死状态，动物各种正常反应受到抑制，那是不会做出可靠的实验结果的。麻醉过浅，在动物身上进行手术或实验，将会引起强烈的疼痛刺激，使动物全身，特别是呼吸，循环功能发生改变，消化功能也会发生改变，如疼痛刺激会反射性的长时间中止胰腺的分泌。所以麻醉浓度必须合适。由此也不难理解在整个实验中保持麻醉浓度的始终一致是如何必要了，因为麻醉浓度的变动，会使实验结果产生前后不一致的变化，给实验结果带来了难以分析的误差。

五、手术技巧
动物实验中除了要注意选择合适的实验动物，用的试剂要纯粹，仪器要灵敏，方法要准确外，还必须注意手术技巧，即操作技术的熟练。手术熟练可以减少对动物的刺激，动物受的创伤、

B. 动物实验中，荧光定量PCR检测基因表达时因为老鼠个体差异存在，方差很大，请问这么解决。另外，各位是这么

应该重新设计实验，注意饲养条件，RNA提取，DNA是否影响等，尽量减少个体差异，不然数据是不可靠的。

C. 实验组间差异不显着怎么办

1、检查样本数据。
2、检查变量水平。
3、检查预先做好的假设。可能是变量水平太高，样本数据差异过大，误差过大导致，可以逐个排查，最终肯定有个结论。

D. 试验数据组内差异大有何影响

大数据（big data），指无法在一定时间范围内用常规软件工具进行捕捉、管理和处理的数据集合，是需要新处理模式才能具有更强的决策力、洞察发现力和流程优化能力的海量、高增长率和多样化的信息资产。大数据的5V特点（IBM提出）：Volume（大量）、Velocity（高速）、Variety（多样）、Value（低价值密度）、Veracity（真实性）,平台有hadoop

E. 生物学上对同一组实验若两次实验结果偏差较大应如何处理

先看趋势，如果趋势一致直接算平均值，在生物雪上基本上每次的取样以及样本的状态都会影响实验结果，一般都是多做几组，去掉偏差值，然后算平均值和SD如果SD好大那就算SEM，反正取最漂亮的结果上图

F. 不同处理方法的两组动物实验，比较两组术后存活率是否具有差异性用什么检验方法

卡方检验科适用于这种实验。

G. 动物学实验的实验动物常见的处理方法

一、编号
实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有
涂染红色：0.5%中性红或品红溶液
涂染黄色：3-5%苦味酸溶液
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～ 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。 一、实验动物的除毛
在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。
(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化钠8g溶于100ml水中。
二、实验动物的给药
在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一)注射给药法
1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。
6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
(二)经口给药法
1. 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
(三)其它途径给药方法
1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

H. 动物实验设计的对照方法有哪些有何作用

（1）空白对照 指不做任何实验处理的对照组。 （2）自身对照 指实验与对照在同一对象上进行，即不另设对照组。例如“植物细胞质壁分离和复原”实验，自身对照，方法简便，关键是要看清楚实验处理前后现象变化的差异，实验处理前的对象状况为对照组，实验处理后的对象变化则为实验组。 （3）相互对照 指不另设对照组，而是几个实验组相互对照，能较好的抵消无关变量的影响，使实验结果更具有说服力

I. 在做对比实验时应该注意控制好实验组和对照组中的什么和什么

对比实验的实现依靠除要对比的差异之外的条件皆能保持一样吧，所以要特别注意实验条件设置时，对比实验，指设置两个或两个以上的实验组，通过对结果的比较分析，来探究各种因素与实验对象的关系，这样的实验称为对比实验。
对比实验是一种特别的收集证据的方法。通过有意识地改变某个条件来证明改变的条件和实验结果的关系。
对比实验要注意的问题：1 每次只能改变一个因素；2确保实验的公平，即除了改变的那个因素外，其他因素应该保持一样。
对比实验不设对照组，均为实验组和对照组，是对照实验的一种特殊形式，即相当于“相互对照实验”。
注意要对比对象的一致性和差别性。就是说我们要控制他们使之有且仅有一个不同点，这样对比试验才能够体现作用、1、变量不同
对照试验是只有一个条件不同，其他条件都相同。
对比试验是将两个研究内容相似的试验进行对比。设置两个或两个以上的实验组，通过对结果的比较分析，来探究某种因素与实验对象的关系，这样的实验叫做对比试验。
2、实验设计不同
可以将对照实验分为空白对照，如加入等量的清水、蒸馏水或生理盐水；自身对照，如研究动物的内分泌腺时，先摘除内分泌腺体，一段时间后再移入其腺体或补充一定量的相关激素，以观察生物自身实验前与实验后情况的变化；条件对照，如特意控制一定的可以预知结果的自变量因素，使实验结果更加令人信服，上述蝌蚪实验中的第三组就能基本说明问题，等等。

J. 要做动物实验，分4组，怎么分组

动物实验的分组一般按照体重，性别来分组，这样可以最大可能剔除系统误差。
建议按照体重分组，先称重，按照体重大小排序，然后确保每一组内的10只小鼠的平均体重接近。
这样进行实验的话就能确保不因为体重差异过大而影响实验结果。