Ⅰ 对实验动物采血的要求
1.小鼠和大鼠采血
（1）眼眶取血：将小鼠抓牢固定，用拇指和食指将眼部皮肤扒开，使眼球充分突出，眼窝内眦处为眼静脉窦。将毛细管由此刺入，捻转，轻轻外提，使血液充满毛细管，采血后用一块干纱布将眼合上数分钟以止血。小鼠每次采血0.2～0.3mL，大鼠为0.5～1.0mL。
（2）剪尾采血：固定动物，将尾尖剪掉1～2mm（小鼠）或5～10mm（大鼠），然后自尾根部向尖部按摩，血即自尾尖流出。如需较多血也可先将尾浸于近50℃的热水中，再剪去尾尖。采血后用胶布包扎尾尖进行压迫止血。由于鼠血凝集快，需要全血应事先置抗凝剂于采血管中，如用血球悬液，应立即与生理盐水混合。小鼠可取血0.1mL，大鼠可取0.3～0.5mL。
（3）断头取血：断头时，左手抓鼠，右手持剪刀于颈部迅速剪掉鼠头，立即将鼠颈向下，血液即可流入已准备好的容器中
（4）腹主动脉采血：将动物麻醉，仰卧固定，从腹中线切开皮肤，暴露腹主动脉，用注射器抽取血液。
（5）股动（静）脉采血：将动物麻醉固定后，进行一侧腹股沟动、静脉分离手术，血管下方分别穿一根丝线，左手提起血管，右手持注射器将针平行刺入血管内取血。
（6）心脏采血：动物麻醉后，仰卧固定于鼠板上，在左胸侧第三、四肋间，用左手食指触摸到心搏动处，右手持注射器垂直刺入心脏，抽取所需血量。小鼠取0.5～0.6mL，大鼠取0.8～1.2mL。
2.家兔采血
（1）耳中央动脉采血：将兔固定后，在兔耳中央有一条粗而鲜艳的中央动脉。左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端向心方向刺入动脉，慢慢回抽针芯，动脉血立即进入针筒，一次可取血15 mL。
（2）耳缘静脉采血：拔去耳缘部被毛，用灯泡照射加热耳朵或以75%酒精涂擦局部，使静脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。耳受热后用小血管夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静脉，血液可自动流出，一般可采血2～3mL。取血后棉球压迫止血。
（3）心脏采血：操作同鼠类。兔一次最多采血25mL。
（4）股静脉、颈静脉采血：做股静脉、颈静脉分离术，然后采血。
Ⅱ 小鼠眼球取血技巧是什么
小鼠摘除眼球采血及分离血清
一．器材
离心管，弯头镊子，离心机，移液器
二．步骤
1. 摘除眼球采血
（1）左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部；
（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；
（3）用弯头镊夹取眼球；
（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入离心管；
（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；
（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。
2. 分离血清
（1）将离心管中的血置37℃温箱或水浴1小时，也可室温2小时；
（2）再置4℃冰箱内3～4小时或过夜；
（3）待血液凝固血块收缩后，4000rpm离心10分钟；
（4）取上清于干净的离心管中，保存于-20℃，或加入防腐剂(0.01％硫柳汞或0.02％叠氮钠)，置4℃冰箱中保存备用。
三．注意：
1. 采血前，可给小鼠喂点水；
2. 摘眼球采血取血量能达0.8～1.2ml，但老年和疾病小鼠血量会降低；
3. 采血场所有充足的光线；室温夏季保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜；
4. 防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；
5. 按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响实验结果；
6. 采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；
7. 采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血样；
8. 血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血。
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Ⅲ 如何提取动物血球
获得动物或者植物的单个细胞都是用酶解的方法。
获得动物单个细胞的方法是：将动物幼嫩组织剪碎，然后用胰蛋白质酶处理，注意处理的时间，然后放在磷酸缓冲液中释稀就能得到单个存在的动物细胞；
获得植物单个细胞是将植物组织用果胶酶来处理，破坏植物间的胞间层，这样就能获得单个植物细胞，不过在生产及科研上，人们都是用纤维素酶和果胶酶来处理，获得植物细胞的原生质体，然后再培养出细胞壁，从而得到单个植物细胞。
Ⅳ 生物 实验动物非洲爪蟾如何取血要不杀死，可重复取血的方法
一般青蛙蟾蜍类少量采血都是腹壁静脉采血，当然本人认为心脏采血也可以。但是活体不损伤采血有点困难，腹壁静脉需要开腹腔。体外心脏采血的话对试验手法要求比较高。
实验器材和药品
手术剪、镊子、蛙板、探针、蛙钉1 mL注射器
实验方法
1破坏蟾蜍脑和脊髓用探针从蛙枕骨大孔进
入,捣毁脑和脊髓,使骨骼肌松弛。
2固定蟾蜍将蟾蜍仰卧在蛙板上。用蛙钉固
定蛙体四肢,打开其胸腔和心包膜,暴露心脏。
3 采血 用注射器向心方向插入腹壁静脉进行采血
Ⅳ 如何从大鼠眼眦中取血
1.大鼠麻醉问题;
我们将一浸过乙醚的棉球放在一小盘里，然后放在大鼠附近，再找个能罩住老鼠和盘子的大烧杯样的东西，留个口罩住老鼠。等他醉了就可实施手术了。要是中途有醒，直接握住大鼠，将其鼻子塞进乙醚的瓶子里。观察其麻醉状态。不易过深，要不就死掉了。血都会变成黑色的，还粘稠。手段有些暴力，爱护动物的筒子们不要责怪。
2.取血工具：
我们用的是化学上用来测熔点的毛细管，有一定硬度。用肝素钠注射液润洗过的，掰成几段，太短了手抓着不合适，太长了容易凝血。
3.手术手法：
在大鼠一侧的眼内侧眼球和内测眼睑与头平面呈60度左右的夹角，温柔的用力，就可见血源了。不要捅的太深，捅到骨头上，也不会出血。太浅老鼠受罪也取不出血来。要注意剪断老鼠的胡须，以防干扰或溶血。我都是两侧眼后轮流取的。
还有一个技术关键就是血流变慢的时候，要用握大鼠的食指和拇指向脑后静脉方向用力按压。或者一开始的时候就要握紧。
剩下的就是收集血液，我们当时是两个人帮忙完成的，一个人够呛。余下的都不是什么技术关键，不说了。
Ⅵ 动物实验大鼠如何在死亡而不使得动物血液凝固的情况下取出血液
大部分实验室都是断颈后摘眼球取血的，
Ⅶ 如何从动物血液中分离血清
动物血清，
抗体酶是具有催化性质的抗体，它同时具备抗体和酶的特征，可催化多种化学反应，如酰基转移、酯水解、酰胺水解、重排反应、光诱导反应、氧化还原分应、金属螯合反应等。用人工方法合成的抗体酶，可作为研究酶作用机理的有力工具，用于催化大量天然酶不能催化的立体专一性反应，更为开发具有高度选择性的药物指明了方向。
血清（blood
serum）
血液凝固后析出的液体.血液凝固的本质是血浆内的可溶性纤维蛋白原转变为不溶解的纤维蛋白.纤维蛋白呈细丝状,互相交织成网,网罗大量血细胞,形成凝胶状的血块.血凝后30分钟～1小时,血凝块中的血小板收缩蛋白收缩,使血块回缩变硬,挤出清澈的液体,称为血清.血清与血浆的区别,在于血清缺乏纤维蛋白原和参与血凝的凝血因子,但又增添了凝血过程中由血小板释放的少量物质.
Ⅷ 动物血样采集和血样处理应该注意哪些问题
一、选择好最佳采血时间
要选择好采血时间与免疫日期的间隔。鸡新城疫、禽流感、猪瘟、牛羊口蹄疫在免疫21天后采血，猪口蹄疫、高致性猪蓝病在免疫后28天采血。因为疫苗接种后，动物体内产生稳定抗体水平，需要一定的时间和过程。
二、做好血样采集前的准备工作
采样前，准备好采样所需的物品和防护用品，，如酒精棉、一次性注射器、记号笔、自封袋、标签、胶皮手套、口罩、防护服、胶鞋、保温箱等。
三、采样前消毒，采样后止血
采血前用75%酒精棉球局部消毒，以避免畜禽因采血而发生局部感染；鸡的皮肤游离性比较大，采血后容易形成血肿，所以采血后，要搞好止血，把酒精棉球挤净，压迫采血部位，防止血流过多。
四、保证血清质量
获得符合卫生要求和高质量的血清是采血的关键。采血方法同静脉注射，只是静脉注射的方向是针头扎向近心端，而采血的方向则相反，针头扎向远心端，这样采血顺利。采血时应使血液沿采血管壁流入瓶中，不能让血液直冲瓶底或滴入瓶底，容易引起溶血。
采完的血不要将采血管立放，这样血清不易析出。要将采血管塞好后平放或斜放于容器中，血清就会自然析出，也可用离心机分离血清。血样采好后，在来回的拿取的过程中， 要尽量避免振荡，防止溶血，影响监测结果。
五、保证采血样品量
在基层采血主要是作抗体效价的监测，一份血清可能做几种病的抗体效价监测，另外，有可能进行复查，所以血样一定要足。一般牛、猪、鸡血不少于3ml，血清量不少于1ml。
六、样品要有代表性
在同群中要随机抽样，不要挑着抽。更不要专挑那些不健康、消瘦。如果挑着采样，样品代表不了整体，监测的效果没有什么意义。抽样监测结果要代表群体，从抽样的抗体合格率率反应整体的合格率，只有随机才有代表性。
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七、采样的标记要填写规范
采血完成后，务必把采血的容器用标记笔记上标号或粘贴编号，同时填写采样单，并一一对应。
采样单是对采样品种群基本情况的简要记录，一定要认真填写，包括畜主、饲养量、采样量、采样时间、免疫时间、疫苗种类、生产厂家、剂量都要一一填写完整。
八、样品的保存
血样采好后，标记、整理、归类。
Ⅸ 怎样从动物身上提取血清（常规方法）
采血（不加抗凝剂）,静置直到血液凝固,然后放到37度半小时,4度过夜,效果还行
Ⅹ 小白鼠采血三种方法的优缺点，谢谢！
1.采血部位：眼眶采血
采血方法：将鼠固定在实验台边缘，左手抓紧鼠颈部皮肤固定头部，并轻轻向下压迫颈两侧，使眼球充血。用事先准备好的10号金属针头顶端(针尖斜面朝内)垂直插入内眦并向眼底方向转动以便切开静脉丛，血液便会连续不断地滴入采血管。用此法大约可取3~5mL血液。取血完毕，立刻用脱脂棉压迫止血。
优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。血流较快，采血量多，能在较短时间内采到3~5mL血。伤口较小，愈合较快。成功率高，死亡率低。
缺点：不能避免组织液的混入，对于血样要求较高的研究应谨慎使用。另外，多次使用易引起大鼠的感染。对后续试验结果存在一定影响。
2.摘眼采血：鼠可以眼球取血，需要多多练习。一般来说，可以三人配合取血。取血前不需麻醉，用眼科剪剪掉大鼠的胡须（胡须过长，血液滴下的时候容易沾在胡须上，既浪费，又造成溶血，故应剪掉）。
所需器械：眼科小剪、眼科弯镊、止血钳。
一人抓大鼠并用眼科弯镊摘眼球，一人用止血钳夹住大鼠的嘴部以固定大鼠头部，另一个人拿试管接血。
大鼠在挣扎过程中，很容易导致血液丢失，因此固定头部很重要，否则只有眼看着血液乱飞，却不入试管。摘眼球也需要技巧，否则眼球摘下来了，而血液却不流出来，应多多练习
优缺点不太清楚啊，只知道我一个学长摘眼球的时候被咬了一口，挺残忍的
3.采血部位：心脏取血（其实这个一般用在家兔）
采血方法：将实验动物做仰卧有助手固定，术者在其左前肢腋下处剪毛及消毒。在胸部心脏跳动最明显处，用一寸长的12好针头直刺心脏，感到以针头跳动或有血液内流动时。即可抽血。一次可采血15-20ml
优点：抽血快，血液不易凝集，心区面积大, 进针准确性较高, 易一针见血, 且采血量能满足大量试验需要
缺点：心脏损伤较大，难以迅速愈合，不利于短期连续采血。
3‘.采血部位：心脏采血（剪开皮肤）
采血方法：从胸部正中剪开皮肤2.0~2.5cm。暴露肋骨和肌肉。左手拇指和食指从胸廓两则挤压，以确定心脏的位置，此时可触摸到心尖的搏动。然后拇指松开，右手持注射器（7号针头），在胸骨左侧（对操作者来说是右侧），离胸骨0.5cm的第三肋和第四肋之间进针，并使针头与肋骨侧成90°左右的夹角。进针的深度为2cm左右（根据动物大小而定）。进针时用左手拇指和食指夹住心脏博动的位置，使之固定，进针要快。若针头进入心室，由于压力的原因血液会自动进入针管，抽起来很容易。若进针过深，就一边回退一边抽。若进针过浅，可感觉到针头随心脏的博动而摇动，这时可再进深一些。
优点：采血量大，样本质量可靠。
缺点 ：不能保证完全是动脉血，因进针的方向或操作问题亦可采出静脉血。另外，应用本采血方法后，有部分鼠可造成死亡，因此不适合对动静脉血有严格要求的实验研究，亦不适用于试验中间过程的采样。